SENSIBILITAS TEST PADA BAKTERI

Sensibilitas test yaitu penentuan kadar obat terkecil yang dapat menghanbat pertumbuhan bekteri.

Sensibilitas test pada Bakteri bertujuan untuk mengetahui obat yang paling patent/cocok terhadap bakteri penyebab penyakit, terutama bakteri penyebab penyakit kronik, kegunaan lain dari sensibilitas test ini adalah untuk mengetahui resistensi bakteri terhadap berbagai macam antibiotik.

Akan tetapi metode yang paling sering digunakan adalah Metode Difusi lempeng, karena mempunyai beberapa keuntungan, keuntungannya yaitu Sangat ekonomis, Sederhana, dan Reproduksible.

Disk Antibiotik adalah suatu kertas saring yang mengandung obat tertentu yang konsentrasinya telah diketahui.

Syarat Penggunaan Disk Antibiotik adalah :

1. Tidak kadaluarsa
2. Dibuang 2-3 disk sebelum digunakan
3. Pemakaian disesuaikan antra Disk dengan jenis Bakteri

Disk Antibiotik yang kadaluarsa tidak dapat digunakan karena perubahan sifat disk akan berpengaruh pada konsentrasi obat yang terkandung pada Disk dalam menghambat pertumbuhan bakteri.

Pada Test Sensibilitas, akan ditemukan beberapa bakteri pada saat proses berlangsung, yaitu :

1. Zona Radikal

Zona radikal yaitu suatu daerah disekitar disk dimana sama sekali tidak ditenmukan adanya pertumbuhan bakteri.

2. Zona Irradikal

Zona Irradikal yaitu suatu daerah disekitar disk, dimana pertumbuhan bakteri dihambat oleh disk antibiotik tetapi tetap dimatikan.

3. Zona Hambatan

Zona Hambatan terjadi oleh karena bakteri tidak tumbuh pada sekitar disk akibat pengaruh dari antibiotik.

Ada berbagai macam metode pada Sensibilitas Test , yaitu :

1. Metode Dilusi (cair dan padat)
2. Metode Difusi (Kirby Bauwer, Pour Plate, Sumuran)

A.    Sensibilitas Test Metode disk-difusi (Kirby-Bauer)

Metode disk-difusi (Kirby-Bauer) lebih cocok untuk pengujian rutin di laboratorium klinis di mana sejumlah besar isolat yang diuji untuk kerentanan terhadap berbagai antibiotik. Sebuah plate agar secara seragam diinokulasi dengan organisme uji dan disk kertas diresapi dengan konsentrasi tetap antibiotik ditempatkan pada permukaan agar-agar. Pertumbuhan organisme dan difusi dimulai antibiotik secara bersamaan menghasilkan zona hambatan melingkar di mana jumlah antibiotik melebihi konsentrasi penghambatan. Diameter zona hambat adalah fungsi dari jumlah obat dalam disk dan kerentanan mikroorganisme.

 Dari berbagai media yang tersedia, NCCLS merekomendasikan agar-agar Mueller-Hinton karena: itu menghasilkan reproduktifitas batch-to-batch yang baik, melainkan rendah di sulfonamida, trimetoprim, dan inhibitor tetrasiklin, itu menghasilkan pertumbuhan yang memuaskan dari yang paling patogen bakteri, dan sejumlah besar data telah terkumpul mengenai uji kepekaan dilakukan dengan media ini. Jika batch media tidak mendukung pertumbuhan organisme yang memadai, ukuran zona akan lebih besar dan memberikan hasil yang palsu.

    The media agar harus memiliki pH 7,2-7,4 pada suhu kamar. Permukaan harus lembab tetapi tanpa tetesan air. The antibiotic disks harus dijaga di 8 ° C atau lebih rendah atau freeze pada -14 ° C atau di bawah sampai diperlukan, sesuai rekomendasi produsen. Biarkan disk untuk hangat untuk suhu kamar sebelum digunakan. Jangan gunakan disk kadaluarsa.

Untuk standarisasi kepadatan inokulum, standar kekeruhan BaS04 digunakan (0,5 standar McFarland, approx. 10s organisme per mL).

Langkah-langkah metode standar adalah sebagai berikut:

a)      Pilih setidaknya 4 sampai 5 koloni baik terisolasi dari jenis morfologi yang sama dari piring agar. Menyentuh bagian atas setiap koloni dengan loop kawat dan pertumbuhan transfer ke tabung berisi 4 hingga 5 mL medium kaldu yang sesuai, seperti kaldu tryptic-kedelai. Biarkan budaya kaldu untuk menetaskan pada 35 ° C sampai mencapai atau melebihi 0,5 standar kekeruhan McFarland. Untuk uji kepekaan rutin, bagaimanapun, inokulum juga dapat dibuat dengan membuat salin langsung atau penangguhan kaldu dari koloni yang dipilih dari piring agar-agar 18 sampai 24-jam (nutrisi, agar-agar non-selektif seperti agar-agar piring darah harus digunakan).

b)      Sesuaikan kekeruhan dengan garam steril atau kaldu. Gunakan cahaya yang cukup, dan, untuk membantu dalam perbandingan visual, membaca tabung terhadap latar belakang putih dengan kontras hitam lines.  Dalam waktu 15 menit setelah menyesuaikan kekeruhan dari suspensi inokulum, celupkan swab tidak beracun steril pada aplikator ke dalam suspensi disesuaikan. Memutar beberapa kali swab, menekan tegas pada dinding bagian dalam tabung di atas tingkat inokulum cairan untuk menghilangkan kelebihan dari swab.

c)      Menyuntik permukaan kering dari piring Muller-Hintonagar oleh goresan yang swab atas seluruh permukaan agar-agar steril. Ulangi prosedur ini dua kali lagi, dan memutar piring 60 ° setiap kali untuk menjamin pemerataan inokulum. Ganti bagian atas piring dan memungkinkan 3 sampai 5 menit, tetapi tidak lebih dari 15 menit, untuk setiap kelebihan air permukaan untuk diserap sebelum menerapkan disk antibiotik. Harus ada rumput hampir konfluen pertumbuhan bila dilakukan dengan benar. Jika hanya koloni tumbuh terisolasi, inokulum itu terlalu ringan dan pengujian harus diulang. Untuk menghindari ekstrem di kepadatan inokulum, tidak pernah menggunakan kultur murni kaldu semalam untuk melesat plates.

d)      Tempatkan disk yang sesuai merata (tidak lebih dekat dari 24 mm dari pusat ke pusat) pada permukaan agar-agar pelat baik dengan menggunakan forsep steril atau aparat pengeluaran. Tidak lebih dari 12 disk harus ditempatkan pada satu plat 150 mm atau lebih dari 5 disk di piring 100 mm. Sebuah disk tidak akan dipindahkan setelah telah datang di kontak dengan permukaan agar-agar karena beberapa senyawa berdifusi hampir instantaneously.

e)      Invert piring dan menempatkannya di dalam inkubator bersuhu 35 ° C dalam waktu 15 menit setelah disk diterapkan. Pelat sebaiknya diinkubasi aerobik (C02 tidak). Setelah inkubasi 16-18 hrs.of, memeriksa setiap piring dan mengukur diameter dari zona hambatan yang lengkap, termasuk diameter disk. Ukur zona ke milimeter terdekat dengan menggunakan penggaris. koloni tumbuh besar dalam zona yang jelas hambatan harus disubkultur, reidentified dan retested.

f)       Interpretasikan ukuran zona dengan mengacu pada produsen yang diberikan meja standar dan melaporkan organisme yang akan baik rentan, menengah, atau resisten. Jangan bandingkan ukuran zona dua antibiotik yang berbeda dan menilai efektivitas mereka sesuai.

B.     Sensibilitas test metode Flemming

Metode flemming dilakukan untuk menentukan kepekaan kuman terhadap disk antibiotic, artinya penentuan antibiotik atau obat terkecil yang menghambat pertumbuhan bakteri invitro. 

Cara kerja:

·         Inokulasi sampel yang tersedia secara perataan pada permukaan media NA plate menggunakan kapas lidi steril,aseptis, kemudian diinkubasi pada suhu 37˚C selama 15 menit. Meletakkan disk antibiotik secara terpisah pada media menggunakan pinset steril. Inkubasi pada suhu 37˚C selama 24 jam.

·         Keuntungan metode flemming adalah lebih praktis dan menghemat waktu serta bakteri tidak disolusi dulu tapi langsung diadakan uji sensitivitas, sedangkan kerugiannya adalah bakteri penyebab penyakit tidak diketahui.

PERBEDAAN SENSIBILITAS TEST METODE KIRBY BAUER DAN METODE FLEMING

KIRBY BAUWER	FLEMING
Untuk 1 jenis Kuman Untuk biakan murni Untuk kuman patogen Jenis kumsn diketahui Suspensi bacteria harus sama dengan standar bauwer Pembacaan hasil dari diameter zona tambahan Yang dimatikan kuman patogen Pasien sebagai kelinci percobaan Dapat menentukan sensitiv dan resisten Zona radikal	Lebih dari 1 jenis kuman Untuk biakan campuran Untuk bakteri patogen dan non patogen Jenis kuman tidak diketahui Suspensi bakteri tidak ditentukan Pembacaan hasil dari tepi disk ke zona tambahan Yang dimatikan kuman patogen dan non patogen Pasien sembuh total Tidak dapat menentukan resisten atau sensitiv karena tidak ada standar Zona irradikal